Bionatura
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Latin American Journal of Biotechnology and Life Sciences
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2021.06.01.3
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INVESTIGATION / RESEARCH
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Optimización en la aclimatación de plántulas micropropagadas de banano (Musa sp.) utilizando tres insumos orgánicos.
 
Optimization in the acclimatization of banana micro propagated seedlings (Musa sp.) using three organic inputs.


Andy Fabricio Mora-González1,2; Jaime Alberto Naranjo-Morán1; Alexander Albiño-Quitiaquez1; José Alcides Flores-Cedeño1,2; Rodrigo Oviedo-Anchundia1; Luis Galarza-Romero1; Marisol Vera-Oyague2; Vicente Painii-Montero2; Milton Senen Barcos-Arias1*
Available from: http://dx.doi.org/10.21931/RB/2021.06.01.3 (registering DOI)
 
 
RESUMEN

 
El éxito de la micropropagación de plantas in vitro depende en parte de la fase de aclimatación, esta etapa presenta problemas de supervivencia y conlleva extensas semanas de adaptación. En este sentido, la utilización de microorganismos eficientes nativos son una alternativa biotecnológica para adaptar plantas in vitro. El presente trabajo tiene como objetivo evaluar el efecto de la aplicación de Trichoderma ghanense, micorrizas arbusculares y un biofertilizante líquido en plantas meristemáticas de banano variedad William en las fases de aclimatación y vivero. Para los ensayos en las fases de aclimatación y vivero se realizaron 20 tratamientos y se utilizó un diseño factorial 2(k) con una duración de seis semanas en ambas fases. Los resultados demuestran que en la fase de aclimatación el mejor tratamiento fue el B10 con incrementos del 29,6 % de altura y 19,9 % de diámetro respecto al control; mientras que, para el área foliar fue el B19 con 84,7 % de incremento en comparación al control. En fase de vivero el mejor tratamiento fue el B19 presentando incrementos del 14,5 % altura, 19,3 % diámetro del pseudotallo, 13,4 % área foliar, 91,8 % longitud radicular, 39,98 % peso húmedo y 90,5 % peso seco en comparación al control. Ambas fases alcanzaron porcentaje de micorrización mayores al 45 %. Los porcentajes de supervivencia fueron del 100 % en fase de aclimatación. Por lo expuesto, se concluye que los bioinsumos constituyen una alternativa para el manejo y adaptación de plantas producidas in vitro.
 
Palabras Clave: Adaptación, bioproductos, micorrización, supervivencia
 

ABSTRACT

 
The successful micropropagation process of banana in vitro plants differs on the acclimatization stage, so there are survival problems at this stage, and it involves several weeks of adaptation. Therefore, the use of efficient microorganisms is a biotechnological alternative for the adaptation of in vitro plants. The present work aims to evaluate the effect of Trichoderma ghanense, arbuscular mycorrhizae, and a liquid biofertilizer in meristematic plants of banana variety William in the acclimatization and vivarium phases. Factorial design 2(k) with 20 treatments were used under greenhouse conditions for six weeks in two phases. The best treatment on the acclimatization phase was B10 increasing the height by 29.6 % and the diameter by 19.9 %, while in the leaf area the best treatment was B19 with 84.7 % increase. Identically, into the nursery phase, the best treatment was B19, with increases of 14.5 % height, 19.3 % diameter of pseudostem, 13.4 % foliar area, 91.8 % root length, 39.98 % wet weight, and 90.5 % dry weight. Finally, in both phases, the mycorrhization percentage was more significant than 45 %. The survival percentages were 100 % during the acclimatization phase. Therefore, it is concluded that bioproducts constitute an alternative for the management and adaptation of plants produced by in vitro methodology.
 
Keywords: Adaptation, bioproducts, mycorrhization, survival
 

INTRODUCCIÓN

 
La multiplicación meristemática de banano in vitro resuelve problemas fitosanitarios y constituye una herramienta en el mejoramiento genético para la obtención de plantas elites y con desarrollo vigoroso1,2 esta técnica comprende las etapas de establecimiento, multiplicación, enraizamiento, aclimatación y vivero1, la eficiencia y calidad del proceso de las plantas dependen en parte de la fase de aclimatación y vivero; dado que, las condiciones ambientales son diferentes a las condiciones in vitro3, los explantes enraizados son sensibles a cambios agrometeorológicos provocando que las plantas no sobrevivan e incluso tarden extensas semanas para su adaptación4, necesitando temperaturas promedios de 25 ± 2 °C con 70 a 90 % de humedad relativa y baja luminosidad en la fase de aclimatación5.
 
Las fases de aclimatización y vivero las plantas dejan de usar medios ricos en sales y hormonas, por un sustrato que puede estar conformado por compost, arena, cascarilla de arroz, humus de lombriz o turba con el fin de adaptar las plantas a condiciones ambientales6, sin embargo, el sustrato puede complementarse con bioinsumos nativos que ayuden a mejorar la aclimatación de las plantas7,8. Se ha demostrado que aplicar biol, hongos micorrízicos arbusculares (HMA) y cepas de Trichoderma spp., como bioinsumos nativos en el sustrato ayudan al desarrollo radicular y aéreo de las plantas9.  
 
La aplicación de HMA en plantas meristemáticas de banano (Musa paradisiaca) en fase de aclimatación ha permitido registrar mejoras cuantificables en crecimiento y grosor del pseudotallo de las plantas in vitro incrementando el contenido de nitrógeno y fósforo en las hojas. Adicionalmente, la simbiosis entre raíces de las plantas y HMA producen un intercambio bidireccional de nutrientes10 y mejora la fertilidad del suelo creando una nutrición balanceada11. Así mismo, inocular microorganismos del género Trichoderma y HMA en plantas obtenidas in vitro ha permitido que las plántulas se adapten mejor a las condiciones de invernadero12.
 
Las cepas de hongos del género Trichoderma son consideradas como biocontroladoras de diferentes hongos fitopatógenos que provocan enfermedades, los cuales disminuyen la producción y rentabilidad de diferentes cultivos; por su parte, las diferentes especies de Trichoderma poseen mecanismos de acción; tales como, micoparasitismo, antibiosis, competición por los nutrientes, biofertilización y producción de compuestos volátiles13. Trichoderma a través del mecanismo de biofertilización solubiliza nutrientes del suelo y los proporciona a las plantas, generando un beneficio en el crecimiento y resistencia, esto lo logra a través de su rápido crecimiento hifal que penetra la epidermis de la raíz14.
 
Estudios con cepas de Trichoderma ghanense, Trichoderma harzianun y Trichoderma hamatum inoculadas en plantas de Cucumis melo se demostró por Cromatografía Líquida de Alta Resolución (por sus siglas en inglés HPLC) que inducen a producir ácido indolacético (AIA), ácido 1-aminociclopropano-1-carboxílico (ACC); así mismo, se encontraron altas concentraciones de fitohormonas que influyen en la defensa de las plantas como ácido salicílico (AS) y ácido jasmónico (AJ) en las raíces y brotes15. Por otra parte, el biol conocido como un abono líquido orgánico obtenido por descomposición anaeróbica de microorganismos como es el caso del hongo Saccharomyces cerevisiae, se considera un biofertilizante para la nutrición de las plantas, que a su vez ayuda a reducir los problemas de estrés abiótico y permite la recuperación y reactivación de la vida del suelo, fortaleciendo la nutrición de las plantas16,17. Con estos antecedentes este trabajo tiene como objetivo evaluar el efecto de la aplicación de Trichoderma ghanense, micorrizas arbusculares y un biofertilizante líquido (biol) en plantas meristemáticas de banano variedad William en las fases de aclimatación y vivero.
 

MATERIALES Y MÉTODOS

 
Material vegetal y bioinsumos
 
Las plantas meristemáticas de banano variedad Williams utilizadas en este estudio disponían de una altura inicial de 2,5 cm provenientes del laboratorio de cultivo de tejidos del Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador de la Escuela Superior Politécnica del Litoral (CIBE-ESPOL).
 
La cepa Trichoderma ghanense y el consorcio de hongos micorrícicos arbusculares (HMA) (Acaulospora sp., Ambispora sp., Diversispora sp., Entrophospora sp., Funneliformis sp. y Glomus sp.) pertenecen a la colección de microorganismos del CIBE. Así mismo, el biol es un producto elaborado por el centro.  
 

Condiciones del experimento
 
El experimento constó de una primera fase de aclimatación (FA) y una segunda fase de vivero (FV), en ambas fases se empleó un sustrato que contenía arena y turba en proporción 2:1, las características fisicoquímicas del sustrato son: pH 6,8 (suelo: agua 1:2,5), 1,5 % de materia orgánica (Walkey Black), y en (µg/mL) 13.0 de N, 21.0 de P, 0.5 de B (colorimetría), 56.0 de K, 1993.0 de Ca,  245.0 de Mg, 1.7 de Zn, 14.0 de Fe (absorción atómica), 41.0 de S (turbidimetría).
 
El sustrato fue llenado en fundas de polietileno de color negro que contenían un volumen de 250 g para la FA; mientras que, en la FV las fundas contenían un volumen de 1750 g. Las plantas de banano crecieron a una temperatura de 28 ± 2 ºC y 75 % de humedad relativa.
 
El riego en la FA se aplicó 5 mL/planta, tres días a la semana; mientras que, en la FV fue 50 mL/planta, tres días a la semana18. La aplicación de los bioinsumos se realizó en las dosis recomendadas según las descripciones de los tratamientos planteados en el diseño experimental, la inoculación del consorcio de los HMA fue realizado una sola vez al momento del trasplante aplicando 50 y 100 g de un inoculo con una concentración de 20 esporas/g de sustrato19. Con respecto a la inoculación de T. ghanense se realizó agregando una suspensión de esporas (5 mL/planta) a una concentración de 1x104 y 1x108 según el tratamiento, aplicando dos veces en la FA y FV al inicio y a los 15 días después del trasplante 20.
 
El biol fue aplicado al sustrato desde el inicio (trasplante) hasta la finalización de los experimentos en ambas fases con dosis de 5 mL/planta con intervalos de 15 días17. La fertilización convencional se realizó dos veces por semana aplicando un volumen de 5 mL/planta en la FA y 10 mL/planta FV según los tratamientos. La fertilización convencional contenía en: (g/L) 0,9 de NH4NO3, 1,04 de NH4H2PO4 y 0,85 de KCl.
 
Se empleó un diseño experimental factorial 2(4) para la FA y FV considerando como factores en estudios: micorrizas arbusculares, Trichoderma ghanense, biol y la fertilización convencional, como se describen en la tabla 1.
 


Tabla 1. Descripción de las combinaciones del diseño experimental 2(4).
 
 
Parámetros agronómicos y fisiológicos
 
En la FA se evaluaron parámetros de altura, diámetro del pseudotallo, área foliar y porcentaje de micorrización; mientras que, en la FV además de los parámetros antes mencionados se evaluaron también contenido de clorofila, N-P-K en las hojas, longitud radicular, peso seco, húmedo y reaislamiento de T. ghanense del sustrato al finalizar el experimento.
 
La altura se realizó con una regla milimetrada midiendo desde la base del pseudotallo hasta donde se bifurcan las dos últimas hojas. El diámetro del pseudotallo se midió en la base, utilizando un calibrador o pie de rey, marca electronic digital calipera. Para el área foliar se utilizó un escáner marca Edson L395, se cortaron y escanearon las tres últimas hojas más joven (no incluye la hoja cigarro), en formato imagen JPG para a través del software de procesamiento y análisis de imágenes ImageJ®, determinar el área foliar por cada tratamiento en estudio21.
 
Para cuantificar el contenido de clorofila, se realizaron lecturas a la sexta semana en la tercera hoja más joven de las plantas de banano, utilizando un medidor electrónico marca Minolta SPAD 502, que determina a la clorofila en unidades SPAD.
 
Para determinar el peso fresco y seco de las plantas de banano se pesaron en una balanza analítica (marca entris, modelo ENTRIS224i-1S de calibración interna), el peso seco se obtuvo después de secar las plantas en una estufa a 80 ºC hasta obtener el peso constante22.
 
Para cuantificar el contenido de N-P-K, se cortó la tercera hoja de los diferentes tratamientos. Las muestras fueron enviadas al laboratorio de suelo y agua del INIAP Litoral del Sur “Dr. Enrique Ampuero Pareja”23.

 
Porcentaje de micorrización
 
Se empleó el procedimiento de tinción de raíces propuesto por Phillips y Hamman24. Se tomaron raíces de las plantas de banano y se lavaron con agua, fueron sumergidas en KOH al 10 % y autoclavadas por 10 min a 121 ºC (15 lb de presión). Se retiró el KOH para remplazarlo por HCl al 1 % dejando en reposo por 3 min, posteriormente se retiró el HCl y se agregó azul de tripano al 0,05 % en lactoglicerol y se autoclavó según las condiciones antes mencionadas. Las raíces fueron colocadas en portaobjetos para determinar el porcentaje de micorrización (% MIC) a través de la fórmula propuesta por McGonigle et al25.


 
 
Reaislamiento de Trichoderma ghanense
 
Se tomó 1 g del sustrato de los tratamientos que fueron inoculados con T. ghanense y se depositó en un tubo falcón de 14 mL que contenía 10 mL de agua destilada esterilizada. A partir de esta solución se realizaron diluciones seriadas hasta 10-3, luego se tomó 100 μL para ser sembrado en una caja petri con medio PDA e incubada a 30 ± 1 ºC por 96 horas26 al crecer el hongo se realizó una resiembra en medio PDA; no obstante, para comprobar la presencia del T. ghanense se empleó la técnica de montaje con porta y cubre objeto adicionando azul de metileno al 1 % para la tinción del hongo French & Hebert27. Las estructuras morfológicas fueron comparadas con los reportes por Barrera28.
 

Análisis estadístico
 
Los datos se analizaron con estadística descriptiva, análisis de varianza (ANOVA) y comparación de contraste de medias con la prueba de Tukey (p≤0.05), previo de considerar la normalidad de los datos mediante la prueba de Shapiro-Wilk (α=0.05) mediante el uso del Software estadístico InfoStat versión estudiantil 2017.
 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

 
Adaptación de las plántulas de banano
 
Los tratamientos que fueron inoculados con T. ghanense, consorcio de micorrizas y biol presentaron un 100 % de supervivencia a la sexta semana en la fase de aclimatación en comparación al control que presentó un 84 % (tabla 2). Aplicando estos bioinsumos se mejoró el porcentaje de supervivencia de las plantas in vitro6, lo cual puede deberse a que las micorrizas; estimulan en las plantas la síntesis de proteínas implicadas en la tolerancia al estrés biótico y abiótico29, es decir, las raíces micorrizadas mantienen la integridad celular y limitan la necesidad de expansión de las células de la raíz, mejorando la absorción hídrica del suelo y aumentando el contenido de agua en la biomasa aérea, permitiendo optimizar el desarrollo de la planta30.
 
Ortas et al.9 aplicando de manera independiente especies de Glomus caledonium y Glomus macrocarpum alcanzaron 40,0 y 66,7 % de supervivencia en la fase de aclimatación en plantas de banano variedad Dwarf. Pérez et al.31 aclimatando plantas in vitro de Rubus glaucus L. utilizaron Glomus sp., Pseudomonas migulae y Bacillus amyloliquefaciens, lograron una mejor adaptación, desarrollo y vigor de las plántulas con una supervivencia del 80 %. Por otro lado, T. ghanense induce a las plantas a producir AS y AJ que influyen en la defensa contra el estrés abiótico, llegando a mejorar la adaptación en ambientes adversos15,32, como se observa en los resultados de la tabla 2.
 

 
Tabla 2. Resultados de los parámetros agronómicos evaluados a la sexta semana de la fase de aclimatación
       
 
Variables agronómicas de la fase de aclimatación (FA)
 
A la sexta semana los tratamientos B10 y B8 para la altura y diámetro del pseudotallo presentaron los mejores valores con diferencias estadísticas significativas. Para B10 se obtuvieron valores de 9,50 ± 0,30 cm y 6,50 ± 0,15 mm en altura y diámetro; mientras que, B8 alcanzó 9,64 ± 0,32 cm y 6,33 ± 0,22 mm respectivamente en comparación al control que obtuvo 7,33 ± 0,20 cm de altura y 5,42 ± 0,15 mm de diámetro (tabla 2), los dos tratamientos son superiores a los reportados por Montejo et al.33, quienes alcanzaron 8,0 cm de altura y 6,80 mm de diámetro a los 30 días en plantas de banano variedad FHIA-03 al crecer en un sustrato compuesto de bioinsumos sólidos a base de 50 % humus de lombriz y 50 % compost más la adición de un bioinsumo líquido de humus de lombriz fortificado con fitohormonas (auxinas, giberelinas), por otra parte, Acosta y Galindo34 observaron que sumergir las raíces en brasinoesteroide en una dosis de 0,01 mg/L en plantas in vitro de banano variedad FHIA-18, previo al trasplante en la fase de aclimatación obtuvieron 4,5 cm de altura y 6,6 mm de diámetro a los 45 días, siendo estos valores inferiores a los reportados en los tratamientos B10 y B8.
 
La aplicación combinada de T. ghanense y el consorcio de micorrizas favorecieron el crecimiento en altura y diámetro del tallo de las plantas de banano en fase de aclimatación, lo que puede deberse a que estos microorganismos tienen la capacidad de producir diferentes compuestos químicos como el ácido indolacético (AIA) y ácido indolbutírico (AIB), además de la solubilización del fósforo presente en el sustrato29. Robinson y Galán3, mencionan que una planta aclimatada de banano debe presentar una altura promedio de 7 cm y 6 mm de diámetro del pseudotallo para pasar a fase de vivero.
 
En la variable área foliar, evaluada a la sexta semana en la fase de aclimatación no se encontró diferencia estadística significativa entre los tratamientos en comparación al control, al aplicar el test estadístico de Tukey (p<0,05), no obstante, los tratamientos que contenían los bioinsumos presentaron promedios mayores al control, siendo el mejor tratamiento B19 alcanzando 38,14 ± 2,1 cm2 en comparación al control que alcanzó 20,65 ± 4,1 cm2 (Figura 1A). El resultado obtenido en el B19 fue superior al reportado por Acosta y Galindo34, quienes obtuvieron un área foliar de 25,93 cm2 al aclimatar plantas in vitro de banano FHIA-18, aplicando brasinoesteroide al momento del trasplante; lo que demuestra que la inoculación de HMA en el tratamiento B19 mejoró el desarrollo foliar de las plantas. Folli-Pereira et al.29, afirman que las diferentes respuestas morfológicas manifestadas en plantas micorrizadas involucran un superior desarrollo, seguido de cambios fisiológicos y bioquímicos, resultando en el aumento de las estructuras aéreas de las plantas, en este contexto, Estrada-Luna y Davis35, mencionan que una rápida colonización de HMA en las raíces mejora la fisiología de las plantas, incluso ayudan a recuperarse rápido durante la aclimatación y a generar un mayor crecimiento durante la post-aclimatación.
 

 
Figura 1. Comportamiento del área foliar. A: Área foliar evaluado a la sexta semana fase de aclimatación. B: Área foliar y contenido de clorofila evaluado a la sexta en fase de vivero. Letras distintas sobre las barras indican diferencias estadísticas significativas según test de Tukey (p<0,05); ± error experimental; * control.
 
 
Variables agronómicas de la fase de vivero (FV)
 
Los mejores resultados en altura y diámetro del pseudotallo en la FV se obtuvieron en el tratamiento B19 alcanzando 23,63 ± 0,4 cm y 17,0 ± 0,3 mm respectivamente, en comparación al control que alcanzó 20,63 ± 0,7 cm de altura y 14,25 ± 0,3 mm de diámetro (tabla 3). El crecimiento en el B19 es favorecido por la presencia de los HMA ya que estos permiten la asimilación y solubilización de los minerales presentes en el sustrato36,37. Efectos similares han sido obtenidos por Koffi y Declerck6, quienes inoculando HMA en plantas in vitro de banano en condiciones controladas lograron a la quinta semana una altura de 15,02 cm y 17,8 mm de diámetro; mientras que, Barrera-Violeth et al38., inocularon Glomus sp., Acaulospora sp. y Scutellospora sp. en plantas de plátano, variedad Hartón en fase de vivero, obtuvieron crecimientos significativos de 50 cm de altura y 32,3 mm de diámetro a los 90 días.
 
El tratamiento B15 y B19 consiguieron un área foliar de 181,45 ± 9,3 cm2 y 171,50 ± 9,6 cm2 respectivamente, presentado estos dos tratamientos diferencia estadística significativa en comparación al control que alcanzó 151,24 ± 7,8 cm2 (Figura 1B), respecto al contenido de clorofila el mejor tratamiento fue el B17 obteniendo 47,4 ± 0,7 unidad SPAD en comparación al control que obtuvo 46,6 ± 0,7. Pérez et al31., aplicando una combinación de micorriza del género Glomus sp. y una Rhizobacteria (Pseudomonas migulae) en plantas in vitro de Rubus glaucus L., a los 80 días aumentó el área foliar a 73,87 cm2 respecto al control que consiguió 52,41 cm2, en este contexto, Estrada-Luna y Davis35, inocularon con HMA plantas micropropagadas de pimiento (Capsicum annuum) y observaron un mayor aumento del área foliar y contenido de clorofila a diferencia de las plantas que no contenían micorrizas.
 
El aumento del área foliar y contenido de clorofila de los tratamientos inoculados con HMA, T. ghanense y biol ejercieron efectos al aplicarlos directamente al sustrato, lugar donde crecen las raíces de las plantas39,es así, que la aplicación de un consorcio de HMA estimulan el desarrollo foliar, permitiendo una mayor actividad fotosintética o producción de fotoasimilados y contenido de clorofila40,41, mientras que, la aplicación del biofertilizante líquido (biol) aporta al sustrato con nitrógeno y fósforo asimilable para las plantas39.
 


Tabla 3. Variables de crecimientos evaluadas a la sexta semana de la fase de vivero
 
 
Análisis foliar, biomasa húmeda y seca
 
Los resultados del análisis foliar de las plantas meristemática de FV arrojaron que el tratamiento que presentó mayor contenido de nitrógeno (N), fósforo (P) y potasio (K) en sus hojas fue el tratamiento B12 presentando 2,9 % de N, 0,31 % de P y 6,60 % de K en comparación al control que consiguió 2,7 % de N, 0,28 % de P y 3,88 % de K; los valores obtenidos en el B12 están en el rango óptimo según lo reportado por López y Espinoza42 ver (tabla 4).
 
El alto contenido de P y K presente en las plantas, indican que estos elementos fueron asimilados gracias a que sus raíces están inoculadas con HMA y la cepa T. ghanense; hongos que permiten la solubilización de los fosfatos del sustrato, micronutrientes y cationes minerales, como hierro, manganeso y magnesio, permitiendo que las plantas los absorban mejor43,41. En el trabajo reportado por Ortas et al.9, observaron que al inocular micorrizas del género Glomus caledonium se encontró en las hojas de plátano variedad Dwarf Cavendish una mayor absorción de 2,1 g/kg de fósforo; mientras que, al aplicar Glomus macrocarpum obtuvieron 1,3 g/kg, siendo superior al control 0,6 g/kg.  Así mismo, Rui-Xia et al.32, observaron que al inocular T. harzianum surge un efecto directo en el desarrollo de la raíz, lo que repercute directamente en la absorción de los nutrientes.
 
La mayor cantidad de biomasa húmeda y seca en FV se presentó en los tratamientos B20 y B19, el B20 con valores de 93,33 ± 3,4 y 7,95 ± 0,4 g respectivamente; mientras que, el B19 presentó valores de 89,00 ± 4,4 g en peso húmedo y 7,79 ± 0,7 g de peso seco, encontrando diferencias estadísticas significativas en comparación al control que logró 64,03 ± 3,1 g de peso húmedo y 4,09 ± 0,7 g de peso seco (tabla 4).  
 
La respuesta observada en la producción de biomasa en el B20 podría deberse a la presencia de T. ghanense; mientras que, en el B19 a la inoculación de los HMA. Neyra et al.22. aplicando 5 mL de una suspensión 1x108 esporas/mL de Trichoderma viride estimuló el desarrollo de plántulas de Capsicum annum L. var. Longum generando una mayor cantidad de biomasa en condiciones de laboratorio, así mismo, Kamaruzzaman et al44., al aplicar T. harzianum evidenció una estimulación en el crecimiento y producción de biomasa en las plantas de Arachis hypogaea. Las cepas de microorganismos usadas en este trabajo aportaron a la asimilación de los nutrientes y estimularon el desarrollo de las plantas de banano41.
 
 
 
Tabla 4. Resultados del análisis foliar de las plantas meristemática de banano y biomasa húmeda y seca evaluada a la sexta semana de la fase de vivero
 
 
Longitud radicular y porcentaje de micorrización
 
La mejor longitud radicular se encontró en el tratamiento B19 obteniendo 48,42 ± 3,6 cm de longitud, presentando diferencia estadística significativa en comparación al control que alcanzó 25,25 ± 2,42 cm (Figura 2A). El crecimiento radicular desarrollado en el tratamiento B19 podría deberse a la inoculación del consorcio de HMA nativos, donde se encontró un alto porcentaje de micorrización (Figura 2B).
 
En la FA los tratamientos inoculados con el consorcio de HMA presentaron valores entre 40 y 70 % de micorrización; mientras que, en la FV se obtuvo del 55 y 90 % siendo superiores a los de la FA; En ambas fases el tratamiento B19 fue el que presento mayor porcentaje de micorrización (Figura 2B) y (Figura 3 C-D). Koffi y Declerck6 inoculando HMA en plantas in vitro de banano bajo condiciones controladas, adquirieron porcentaje de micorrización de 40 y 64,7 % a la séptima semana, utilizando un sustrato compuesto de turba y arena en fase de aclimatación. Por su parte, Ortas et al.9, aplicaron de manera independiente especies de Glomus caledonium y Glomus macrocarpum, consiguiendo 50,8 y 68,8 % de micorrización en la fase de aclimatación en plantas de banano variedad Dwarf.
 
Los resultados obtenidos en la FV son superiores a los reportados por Navnita et al.45, quienes consiguieron porcentaje de micorrización entre 30,8 y 82,0 % a los 120 días utilizando interacciones de HMA como Glomus mosseae y Acaulospora laevis y una cepa de Trichoderma sp., en este contexto Barrera-Violeth et al.38, en plantas de plátano Hartón inoculando géneros de micorriza Glomus sp., Acaulospora sp., y Scutellospora sp., en fase de vivero obtuvieron porcentaje de micorrización de 91,1 %. Por lo tanto, se comprueba que trabajar con un consorcio de micorrizas garantiza una mayor infección de los HMA en plantas de banano.
 
Al finalizar el experimento en la fase de vivero, se comprobó la presencia de T. ghanense a través de la caracterización morfológica de Barrera28, en los tratamientos que fueron inoculados figura 3 A-B.
 
 

 
Figura 2. Longitud radicular y porcentaje de micorrización. A: Valores promedios de la longitud radicular de los tratamientos en fase de vivero; letras distintas sobre las barras indican diferencias estadísticas significativas según test de Tukey (p<0,05); ± error experimental; * control. B: Porcentaje de micorrización de las fases de aclimatación y vivero evaluada a la sexta semana después de la inoculación; * tratamientos sin la inoculación de HMA.
 
   
 
 
Figura 3. Microestructuras de la cepa Trichoderma ghanense reaisladas del sustrato al finalizar el ensayo y del consorcio de HMA, A y B) Conidios y fiálides tuberculadas o lageniforme de T. ghanense, C y D) Hifas y vesículas del consorcio de HMA observadas en lente de 40X.
 
 
CONCLUSIONES

 
La aplicación de bioinsumos mejoran los parámetros morfológicos, fisiológicas y de nutrición en las plantas meristemática de banano en la fase de aclimatación y vivero al promover la asimilación de los nutrientes presentes en el sustrato, lo que se traduce en reducción al 0% de la tasa de mortalidad de las plántulas, menor nivel de estrés al trasplante y acortar los periodos de las fases de aclimatación y vivero. A través del análisis foliar se comprobó que los tratamientos inoculados con el consorcio de micorrizas, T. ghanense y el biol lograron alcanzar rangos óptimos de nutrición en nitrógeno, fósforo y potasio en la fase de vivero. Así las plantas del T19 a la sexta semana en la fase de vivero, alcanzaron los parámetros óptimos para ser trasplantadas a campo.
 
T. ghanense y el consorcio de los hongos formadores de micorrizas demostraron potencial para estimular el crecimiento de las plantas de banano en la fase de aclimatación y vivero, en el primer caso se podría deber a la producción de fitasa, enzima que tiene la capacidad de liberar fósforo asimilable para las plantas, o mediante la producción de fitohormonas generada por ambos microorganismos.
 
 
 
REFERENCIAS
 
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Recibido: 10 Septiembre 2020
 
Aceptado:
 
 
 
Andy Fabricio Mora-González1,2; Jaime Alberto Naranjo-Morán1; Alexander Albiño-Quitiaquez1; José Alcides Flores-Cedeño1,2; Rodrigo Oviedo-Anchundia1; Luis Galarza-Romero1; Marisol Vera-Oyague2; Vicente Painii-Montero2; Milton Senen Barcos-Arias1*
 
1Escuela Superior Politécnica del Litoral, ESPOL, Facultad de Ciencias de la Vida, FCV, Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador, CIBE, Campus Gustavo Galindo. Km. 30.5 vía Perimetral, P.O. Box 09-01-5863, Guayaquil, Ecuador.
 
2Universidad de Guayaquil, Cdla. Universitaria Salvador Allende. Malecón del Salado entre Av. Delta y Av. Kennedy, 090514, Guayaquil, Guayas, Ecuador.
 
*Autor para correspondencia: mbarcos@espol.edu.ec, tel.:0990750169, fax: 2850747
 
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